Ein deutsch-europäisches Forschungsteam hat eine Methode entwickelt, mit der sich Enzyme erstmals in Echtzeit bei physiologischen Temperaturen beobachten lassen. Das könnte die Wirkstoffentwicklung verbessern – und unser Verständnis von Leben auf molekularer Ebene verändern.
Enzyme sind die unsichtbaren Arbeitstiere des Lebens. Ohne sie würden Stoffwechsel, Verdauung oder DNA-Reparatur schlicht und einfach nicht funktionieren. Obwohl ihre Bedeutung seit Jahrzehnten bekannt ist, weiß man jedoch erstaunlich wenig darüber, wie genau diese Biomoleküle eigentlich arbeiten – vor allem unter den Bedingungen, die in lebenden Organismen tatsächlich herrschen.
Denn die meisten Proteinstrukturen werden nach wie vor bei extrem niedrigen Temperaturen untersucht, oft bei -173 Grad Celsius. Solche „Kryo-Strukturen“ bewahren die empfindlichen Moleküle zwar vor Strahlenschäden, zeigen aber auch nur einen statischen Schnappschuss im tiefgefrorenen Zustand. „Die meisten bisherigen Strukturuntersuchungen liefern statische Momentaufnahmen bei sehr niedrigen Temperaturen – weit entfernt von den Bedingungen im Körper“, erklärt der Strukturbiologe Dr. Eike C. Schulz. Das Ergebnis ist häufig ein Zerrbild, das wenig mit der lebendigen Dynamik eines Enzyms in einer Zelle gemein hat, in der in der Regel eine Temperatur von etwa 36,5 bis 37 Grad Celsius herrscht.
Temperaturen von 10 bis 70 Grad Celsius
Das soll sich nun ändern. Forschende des Universitätsklinikums Hamburg-Eppendorf (UKE), der Universität Hamburg, des Max-Planck-Instituts für Struktur und Dynamik der Materie (MPSD) und des Europäischen Laboratoriums für Molekularbiologie (EMBL) Hamburg – unter ihnen auch Dr. Schulz – forschen derzeit gemeinsam an einer neuen, modularen Technologie, durch die Enzyme nun unter kontrollierter Temperatur und Luftfeuchtigkeit untersucht werden können. Der Temperaturbereich reicht hierbei von unter 10 bis über 70 Grad Celsius. In Kombination mit sogenannter „zeitaufgelöster serieller Kristallografie“ (5D-SSX) lassen sich so erstmals dynamische Veränderungen in Proteinstrukturen in Echtzeit und bei physiologisch relevanten Bedingungen sichtbar machen. „Unser Verfahren erlaubt, die Struktur von Enzymen während einer laufenden Reaktion und bei verschiedenen Temperaturen zu beobachten“, so Schulz. „Durch die Kombination von zeit- und temperaturaufgelösten Messungen können wir gezielt Zwischenzustände anreichern und sichtbar machen – das war bisher so nicht möglich.“
Um die Leistungsfähigkeit ihrer Methode zu demonstrieren, analysierten die Forschenden des Universitätsklinikums Hamburg-Eppendorf (UKE), der Universität Hamburg, des Max-Planck-Instituts für Struktur und Dynamik der Materie (MPSD) und des Europäischen Laboratoriums für Molekularbiologie (EMBL) Hamburg zwei sehr unterschiedliche Enzyme: das medizinisch hochrelevante Beta-Lactamase „CTX-M-14“, das Resistenzen gegen Antibiotika verleiht, und das industriell genutzte Enzym „Xylose-Isomerase“ (XI), das Zuckerarten ineinander umwandeln kann. CTX-M-14 stammt aus dem Bakterium „Klebsiella pneumoniae“ und ist ein Paradebeispiel für das globale Problem antibiotikaresistenter Keime. „Infektionskrankheiten und insbesondere Antibiotikaresistenzen stellen ein wachsendes globales Problem dar“, betont Schulz. „Wir sprechen inzwischen oft von einer ‚stillen Pandemie‘. Denn Antibiotikaresistenzen zählen zu den größten Herausforderungen der modernen Medizin. Immer mehr Krankheitserreger sind gegen gängige Wirkstoffe resistent, was die Behandlung selbst einfacher Infektionen erschwert. Um zu verstehen, wie resistenzvermittelnde Enzyme wie CTX-M-14 auf molekularer Ebene arbeiten – und wie man sie gezielt hemmen kann –, müssen Forschende die biochemischen Reaktionen dieser Enzyme möglichst präzise abbilden.
Studie an zwei Enzymen
Dazu wurden die Reaktionen direkt auf mikroskopisch kleinen Proteinkristallen ausgelöst, indem winzige Tropfen mit den jeweiligen Substraten aufgetragen wurden. Anschließend wurde jeweils eine definierte Zeitspanne abgewartet – bei CTX-M-14 waren es genau 3 Sekunden, bei XI 60 Sekunden –, bevor die Kristalle mit einem kurzen, intensiven Röntgenblitz bestrahlt wurden. Dieser Blitz erzeugt ein Beugungsmuster, aus dem sich die atomare Struktur des Enzyms zu diesem exakten Zeitpunkt rekonstruieren lässt. Auf diese Weise konnten die Forschenden quasi eine Momentaufnahme davon machen, in welchem Zustand sich das Enzym befindet.
Die Untersuchungen zeigen: Beide Enzyme verändern ihre Struktur je nach Umgebungstemperatur deutlich – und mit ihr auch ihre Aktivität. Bei CTX-M-14 traten erst ab etwa 50 Grad Celsius klare Strukturveränderungen auf, bei XI hingegen stieg die molekulare Beweglichkeit mit jeder Temperaturstufe kontinuierlich an. Das reflektiert die jeweilige ökologische Nische: Während CTX-M-14 bei Körpertemperatur optimal arbeitet, braucht XI Temperaturen von 80 Grad Celsius, um voll aktiv zu werden.
Die eigentliche Innovation liegt jedoch in der Möglichkeit, einzelne Zwischenstufen einer enzymatischen Reaktion gezielt zu „isolieren“, indem man die Temperatur entsprechend variiert. „Die Herausforderung besteht darin, diese flüchtigen Zwischenzustände sichtbar zu machen“, sagt Schulz. „Im Grunde wollen wir einen ‚biochemischen Film‘ drehen, der zeigt, wie sich die Enzymstruktur während der Reaktion verändert.“
Bei XI ließ sich beobachten, wie mit steigender Temperatur der Anteil des Reaktionsprodukts im aktiven Zentrum zunimmt, während der Anteil des Ausgangsstoffs abnimmt. Im konkreten Studienbeispiel handelte es sich hierbei um die Umwandlung von Glukose in Fruktose. Bemerkenswert dabei ist, dass sich dieser Effekt selbst durch eine dreifach verlängerte Wartezeit bei niedriger Temperatur nicht erzielen ließ. Das bedeutet, dass bestimmte Zwischenzustände der Reaktion nicht einfach durch längeres Warten zugänglich werden, sondern tatsächlich nur unter erhöhter thermischer Energie.
Forschung an Medikamenten
Die höhere Temperatur sorgte auch bei CTX-M-14 nicht nur für eine Reaktionsbeschleunigung, sondern veränderte auch, welche „Zwischenprodukte“ überhaupt entstehen: „In unserer Studie konnten wir erstmals zeigen, dass das Enzym das Reaktionsprodukt (nach Abbau von Piperacillin) anders bindet als bisher angenommen“, erklärt Schulz. Diese strukturelle Information sei hochrelevant für die Entwicklung neuer Hemmstoffe. Denn statt immer neuer Antibiotika liegt der Fokus zunehmend auf sogenannten Enzymhemmern. „Da die Entwicklung neuer Antibiotika langwierig und kostenintensiv ist, hoffen wir, die Wirksamkeit bestehender Medikamente verlängern zu können – etwa durch gezielte Hemmstoffe gegen die bakteriellen Enzyme, die Antibiotika abbauen und dadurch unwirksam machen“, erklärt Schulz. Ein bekanntes Beispiel ist die Kombination aus Amoxicillin und Clavulansäure, bei der Letztere ein Enzym hemmt, das Beta-Laktam-Antibiotika abbauen würde.
Die 5D-SSX-Technologie könnte somit also gänzlich neue Möglichkeiten für die Medikamentenforschung eröffnen. Denn viele Prozesse, die für die Wirkung eines Wirkstoffs entscheidend sind, hängen unmittelbar von der Temperatur ab. Bisher blieben solche Details aber oft verborgen, weil sie unter Standardbedingungen der Kristallografie gar nicht sichtbar wurden. „Jetzt können wir diese Zustände unverfälscht beobachten“, sagt Schulz. „Das verbessert die strukturelle Grundlage für die Entwicklung neuer Medikamente.“
Ein weiterer Vorteil des Ansatzes liegt in seiner breiten Anwendbarkeit. Viele experimentelle Techniken zur Analyse von Enzymdynamik setzen auf lichtaktivierbare Moleküle oder Laserimpulse – doch die meisten Enzyme in der Natur lassen sich auf diese Weise nicht starten. Die nun entwickelte Methode kommt ohne solche komplexen Auslöser aus. „Es genügt, das Enzym mit seinem Substrat in Kontakt zu bringen – ähnlich wie es auch im Körper geschieht“, sagt Schulz. Damit wird die Technik deutlich alltagstauglicher und lässt sich auch auf eine große Zahl nicht-spezialisierter Enzyme anwenden.
Die Forschenden sind überzeugt, dass ihre sogenannte 5D-SSX-Technologie künftig ein Schlüssel sein könnte, um die energetische Logik von Proteinen experimentell zu entschlüsseln. Denn jedes Protein bewegt sich nicht nur zwischen einem Ausgangs- und einem Endzustand, sondern durchläuft dabei eine Vielzahl kurzlebiger Zwischenformen. Diese bestimmen letztlich, wie effizient, selektiv oder stabil ein Enzym arbeitet – und damit auch, wie es durch Medikamente beeinflusst werden kann.
Im Zentrum der neuen Erkenntnisse steht somit auch ein grundlegender Perspektivwechsel: Proteine sind keine starren Werkzeuge, die immer gleich funktionieren – sondern flexible, hochsensible Moleküle, deren Verhalten stark von äußeren Bedingungen wie Temperatur, Feuchtigkeit oder Umgebung abhängt. Sie sind in ständiger Bewegung, schwanken zwischen Zuständen, reagieren auf kleinste Veränderungen. Wer wirklich verstehen will, wie sie funktionieren, muss diese Bewegungen sichtbar machen.